Banki genów nie tylko dla ryb

W Polsce funkcjonują banki genów (repozytoria plazmy zarodkowej, ang. germplasm repositories), które gromadzą zasoby roślin i zwierząt ważnych dla gospodarki albo ochrony przyrody. Po klęsce ekologicznej w Odrze latem 2022 r. w olsztyńskim Instytucie Rybactwa Śródlądowego-Państwowym Instytucie Badawczym im. Stanisława Sakowicza ruszyły prace nad utworzeniem banku genów dla ryb rodzimych z dotkniętego katastrofą dorzecza. Ma on stanowić istotne wsparcie w zarybianiu ekotypami/liniami genetycznymi rodzimymi, a przynajmniej typowymi dla tej rzeki. Będzie gromadził zarówno tarlaki, jak i przechowywane w ultraniskich temperaturach plemniki. Dodatkowo w samym dorzeczu wyznaczone zostaną refugia (ostoje), czyli miejsca, w których organizmy wodne mogłyby się schronić (same albo z pomocą ludzi) na wypadek ponownego wystąpienia zagrożenia. Jednak ryby nie są jedynymi organizmami wymagającymi wsparcia po katastrofie.

Śpiesz się powoli! Dobre przygotowanie to połowa sukcesu

Naukowcy, wędkarze i rybacy podkreślają, że zanim przystąpi się do zarybień, konieczna jest odbudowa całych ekosystemów. Szczególnie istotne pozostaje odtworzenie tarlisk dla wszystkich grup ekofizjologicznych odrzańskich ryb i kręgoustych (litofilów trących się na kamieniach; fitofilów wymagających podwodnych łąk rdestnic lub włosieniczników, niekiedy też wiosennych zalewów łąk i pastwisk; ostrakofilów potrzebujących żywych małży jako inkubatorów dla ikry). Niezbędna jest również odbudowa populacji bezkręgowców wodnych, stanowiących bazę pokarmową ryb oraz służących jako wskaźniki jakości wody. Rodzi się zatem pytanie, czy powinny powstać banki genów dla innych niż ryby organizmów wodnych.

Lepiej mieć i nie wykorzystać, niż potrzebować a nie mieć

Niektóre organizmy z natury są odporne na toksyny „złotych glonów”, ale utrata siedlisk, zmiany klimatyczne, inwazje gatunków obcych czy też nadmierna eksploatacja dzikich populacji (także niecelowa, jak np. przyłów) szkodzą wszystkim. Warto zaplanować już teraz banki genów dla grup roślin, zwierząt i drobnoustrojów, kluczowych dla ekosystemów Odry oraz tutejszej gospodarki.

Banki genów dla makrofitów

Makrofitami (dawniej też wodorostami) nazywa się w Polsce wszystkie dostrzegalne gołym okiem rośliny i samożywne protisty, często wykorzystywane do oceny stanu wód zgodnie z Ramową Dyrektywą Wodną. Tak niejednorodna grupa, obejmująca zarówno rośliny naczyniowe, mszaki, jak i glony makroskopowe (ramienice), a czasem również szereg nitkowatych zielenic, wymaga użycia różnorodnych technik celem wieloletniego przechowywania ich żywych zasobów genowych. Większość z nich można rzecz jasna hodować w akwariach i akwaterrariach. Problematyczne bywa deponowanie diaspor generatywnych oraz kultur in vitro.

Jak to?! ktoś spyta. Przecież tyle się słyszy o nasionach lotosów zdolnych do wzrostu po setkach albo nawet tysiącach lat spędzonych w wyschniętych osadach. Owszem, ale to kaczki dziennikarskie. Wśród okrytozalążkowych roślin wodnych nie brak gatunków o nasionach zasobnych w tłuszcze i białka, zatem mało odpornych na silne wysuszenie czy zamrożenie. Tego typu nasiona w przechowalnictwie konserwatorskim określa się mianem recalcitrantów (ang. recalcitrant – „oporny, krnąbrny”). Ich podręcznikowymi przykładami są właśnie nasiona naszych „lilii wodnych”: grzybieńczyka wodnego, grzybieni oraz grążeli. Są wrażliwe na przesuszenie i poniżej pewnego progowego poziomu wilgotności tracą żywotność.

Tym niemniej polskie ogrody botaniczne, w ramach projektu „Ocena stanu populacji oraz ochrona ex situ wybranych dziko rosnących gatunków roślin rzadkich i zagrożonych na terenie Polski – FlorNaturROBiA” zabankowały nasiona kilku gatunków makrofitów wynurzonych i helofitów, m.in. oczeretu sztyletowatego Schoenoplectus lacustris, bagnicy torfowej Scheuchzeria palustris, przygiełki brunatnej Rhynchospora fusca oraz wełnianeczki alpejskiej Baethryon alpinum, a nawet jednego gatunku o liściach pływających – rdestnicy podługowatej Potamogeton polygonifolius. Okazały się one tzw. ortodoksami, czyli diasporami znoszącymi bardzo silne wysuszenie, a czasem nawet zamrożenie po desykacji.

Wodne paprocie uprawia się od wieków dla ozdoby, w celu napowietrzania wód lub jako tarliska ryb akwariowych. Zespół prof. J. Rybczyńskiego i A. Mikuły z Ogrodu Botanicznego – Centrum Zachowania Różnorodności Biologicznej Polskiej Akademii Nauk opracował pierwsze na świecie metody krioprezerwacji zarodników i gametofitów rozmaitych paproci zielnych i drzewiastych [1]. Może więc ich wodni kuzyni, jak gałuszka i salwinia, także doczekają się takich procedur. Gorzej przedstawia się sprawa poryblinów, wodnych widłakowatych.

Mchy i wątrobowce – rośliny poikilohydryczne, czyli znoszące bardzo silne wysuszenie – zdają się szczególnie predestynowane do długoterminowego deponowania w bankach genów. Co najmniej od kilkunastu lat wiadomo, że zarodniki zbierane zimą albo silnie wysuszony materiał zielnikowy (jednak młodszy niż 7 lat), może kiełkować, dając żywotne splątki [2, 3]. Dopiero niedawno w Poznaniu opracowano nowatorską metodę zabezpieczania oospor ramienic, używając alginianu sodu. Alginian o stężeniu 2-3 proc. z wodą z otoczenia glonów, antybiotykami i fungicydami tworzy mikrokapsułki wokół oospor Charophyta. Takich mikrokapsułek można używać nie tylko do wzmacniania mało licznych populacji naturalnych oraz tworzenia siedlisk zastępczych tych rzadkich, niekiedy prawem chronionych glonów, lecz także do obserwacji faz kiełkowania podczas doświadczeń laboratoryjnych i ćwiczeń dla studentów [4].

Banki genów dla makrobezkręgowców wodnych

Wśród wielu obrońców przyrody panuje przekonanie, że przywrócenie naturalnych warunków wystarczy, aby wymarłe gatunki lokalne powróciły do ekosystemu siłami samej przyrody. Amerykańskie obserwacje powrotów rzadkich gatunków małży do rzek po zakwitach „alg zabójców” nie pozwalają na taki optymizm! Przy renaturyzacji słodkowodnych bezkręgowców warto korzystać z doświadczeń, co prawda nielicznych, ale udanych restytucji charyzmatycznych gatunków makrobezkręgowców: perłoródki rzecznej Margaritifera margaritifera (w Polsce od niedawna również skójki gruboskorupowej Unio crassus, a w Stanach Zjednoczonych omułka ostrygowego Epioblasma capsaeformis), rodzimych raków rzecznych Astacus astacus i błotnych Pontastacus leptodactylus, jętki odródki długoogoniastej Palingenia longicauda, pewnych widelnic Plecoptera i ważek.

Niewielki – w porównaniu z rybami, ptakami i ssakami – udział makrobezkręgowców słodkowodnych w programach restytucji wiąże się z kilkoma kwestiami, m.in.:

• niedocenianiem świadczonych przez nie usług ekosystemowych, zwłaszcza ich roli wskaźnikowej, regulacyjnej i jako pokarmu kręgowców;
• zbyt optymistyczną oceną ich liczebności na ostatnich stanowiskach naturalnych oraz zdolności (re)kolonizacyjnych;
• koniecznością uprzedniej albo równoczesnej odbudowy całych siedlisk, w tym zbiorowisk roślinnych czy naturalnego ukształtowania dna;
• brakiem banków genów, zatem brakiem zarówno kolekcji zachowawczych, jak i procedur gromadzenia zasobów genowych różnych stadiów życiowych, szacowania różnorodności genetycznej, namnażania, transportu i wsiedlania na stanowiska historyczne lub zastępcze;
• zbyt małą, jak na potrzeby reintrodukcji, liczebnością w istniejących kolekcjach zachowawczych ex situ [5, 6].

W przypadku wielu grup bezkręgowych nie wiemy dosłownie nic na temat możliwości długoterminowego przechowywania ich kultur in vitro, jaj, larw, gemmul, stolonów czy osobników dojrzałych. Żywiołowy rozwój akwarystyki i akwakultur pozwala na umiarkowany optymizm. Skoro w ciągu ostatnich kilkudziesięciu lat nauczyliśmy się hodować w warunkach możliwie zbliżonych do naturalnych oraz wydajnie rozmnażać kolejne grupy morskich bezkręgowców, m.in. gąbek, koralowców, rozgwiazd, wężowideł, wieloszczetów, skrzypłoczy, ślimaków itd., to może jest nadzieja także dla ich bardziej niepozornych, słodkowodnych krewniaków.

Kluczem do sukcesu w przechowalnictwie zachowawczym bezkręgowców może okazać się opracowanie metody zamrażania ich:

• kultur in vitro;
• stadiów przetrwalnych naturalnie dostosowanych do przeżycia zimy;
• gamet, jaj, zygot, zarodków i larw nawet tych gatunków, które nigdy nie stykają się z mrozem.

Te ostatnie procedury będą trudne do opracowania w przypadku form o dużych, bogatych w żółtka (polilecytalnych) oocytach i zarodkach. Wciąż przecież nie potrafimy ich zastosować dla smoczkoustych, ryb i płazów! Łatwiej jest zmieniać rybom płeć niż zabankować ich komórki jajowe oraz zygoty [7].

Problematyczna bywa hodowla konserwatorska gatunków pasożytniczych, przynajmniej na pewnych etapach ich ontogenezy. Do pewnego stopnia banki genów poradziły sobie z tym w przypadku perłoródki i niektórych skójek, przechowując je razem z właściwymi gatunkami ryb – ich gospodarzami. Parazytolodzy od dekad doskonalą hodowlę in vitro przywr i tasiemców, a agrobiolodzy nicieni, używanych do biologicznej walki ze szkodnikami upraw. Może czas pomyśleć o hodowlach zachowawczych paru ginących robaków?

Póki co trzeba tworzyć kolekcje okazów dorosłych i młodocianych w warunkach możliwie zbliżonych do naturalnych, przede wszystkim blisko miejsc ich rzeczywistych stanowisk. Jako dodatkowa rezerwa nie zaszkodzi jednak multiplikowanie kolekcji poprzez tworzenie stad zachowawczych w państwach wolnych od ryzyka klęsk żywiołowych, wojen i niepokojów społecznych. Od ponad wieku robi się tak przecież dla roślin naczyniowych, ptaków i ssaków w ogrodach zoologicznych, np. we Wrocławiu czy Warszawie, dla gatunków Tadżykistanu w PAN OB CZRB czy endemitów Kaukazu w Geoparku Kielce.

Długa droga do Arki Noego dla Odry

Banki genów to pradawne marzenie ludzkości, niemal tak stare jak samo rolnictwo. Biblijny Noe zabrał na arkę po parze zwierząt lądowych. Jego akadyjski poprzednik Utnapisztim wziął na statek także rośliny. Z kolei perski Dżamszid ukrył najpiękniej pachnące zioła i najpożywniejsze warzywa w podziemnym schronie na czas trzyletniej zimy, która wymroziła całe wcześniejsze życie na Ziemi.

Zeszłoroczny zakwit P. parvum w Odrze, przypomniał wszystkim o potrzebie tworzenia tego typu placówek. Warto jednak pamiętać, że banki genów nie są tak produktywne, jak klasyczne banki. Rzadkich gatunków nie można tak po prostu „wytworzyć z niczego” paroma kliknięciami, jak funduszy na koncie elektronicznym, ani nawet dodrukować, jak banknotów w mennicy. Łatwiej nam tworzyć wielorakie instrumenty pochodne niż przechowywać plazmę zarodkową wielu grup organizmów bez utraty jej żywotności i bez wprowadzania wtórnych mutacji.

Ogólne zasady tworzenia populacji zastępczych są wspólne dla wszystkich organizmów. Aby tego dokonać, należy wybrać jak najlepiej zachowane siedlisko lub je odtworzyć, zapewniając lub przywracając procesy kluczowe dla restytuowanego taksonu oraz wybrać okazy o optymalnych genotypach i fenotypach, zwracając uwagę na proweniencję oraz ewolucyjną przeszłość danej linii genetycznej/ekotypu. Należy też dołożyć starań, aby wraz z odtwarzanym gatunkiem docelowym nie dopuścić do bezwiednego przeniesienia patogenów czy inwazyjnych gatunków obcych. Polscy naukowcy i działacze dysponują unikatowym w skali Europy i świata doświadczeniem w zakresie długoterminowego gromadzenia zasobów genowych makrofitów. Mają też rosnącą motywację do prowadzenia pionierskich prac z zakresu hodowli zachowawczej wielu grup bezkręgowców, ryb i płazów, pomijanych dotychczas w działaniach ogrodów zoologicznych i banków genów. Nic tylko działać!

Miejmy nadzieję, że odrzańska Arka Noego powstanie, zanim dojdzie do kolejnej, równie strasznej katastrofy!

---

W artykule korzystałem z m.in. z prac:

1. Mikuła A., Rybczyński J.J. (2006). Krioprezerwacja narzędziem długoterminowego przechowywania komórek, tkanek i organów pochodzących z kultur in vitro. Biotechnologia 4(75): 145-163. https://rcin.org.pl/Content/87236/POZN271_113739_biotechnologia-2006-no4-mikula.pdf
2. Rodrigo M.A. (2021). Wetland restoration with hydrophytes: A review. Plants, 10(6), 1035.
3. Sabovljević M., Vujičić M., Pantović J., Sabovljević A. (2014). Bryophyte conservation biology: In vitro approach to the ex situ conservation of bryophytes from Europe. Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology, 148(4), 857-868.
4. Rybak A.S. (2021). Microencapsulation with the usage of sodium alginate: A promising method for preserving stonewort (Characeae, Charophyta) oospores to support laboratory and field experiments. Algal Research, 54, 102236.
5. Jourdan J., Plath M., Tonkin J.D., Ceylan M., Dumeier A.C., Gellert G., …, Haase P. (2019). Reintroduction of freshwater macroinvertebrates: challenges and opportunities. Biological Reviews, 94(2), 368-387.
6. Lim S.H., Do Y. (2023). Macroinvertebrate conservation in river ecosystems: Challenges, restoration strategies, and integrated management approaches. Entomological Research, 53(8), 271-290.
7. Liu Y., Blackburn H., Taylor S.S., Tiersch T.R. (2019). Development of germplasm repositories to assist conservation of endangered fishes: Examples from small-bodied livebearing fishes. Theriogenology, 135, 138-151.